martes, 19 de febrero de 2013

CRIA DE DISCOS AL DESNUDO


Antes de aventurarse y entrar en profundidad en la cría artificial de discos, me gustaría decir que tenemos que tener claro que este método no va a ser un camino fácil. Casi con total seguridad, inicialmente, nos llevaremos muchas decepciones y tendremos que destinar a esta tarea gran parte de nuestro tiempo libre, aunque con algo de paciencia y perseverancia, casi con total seguridad, podremos llegar a obtener buenos resultados y alguna que otra alegría de esta práctica.
Este artículo sobre la cría artificial se ilustra con una pareja  de Red Turquoise de procedencia alemana y del criador Alexander Piwowarski, cedida por nuestro amigo y discófilo David Tingle. Me gustaría agradecerle al habernos dado la oportunidad de disfrutar de esta maravillosa pareja para así poder profundizar en el método de cría artificial de discos e intentar ganar un mayor conocimiento de esta práctica.
En primer lugar me gustaría detallar las ventajas e inconvenientes que, en mi opinión, conlleva este método.
INCONVENIENTES:
  • Concuerdo con la opinión de los discófilos que opinan que la cría natural (con padres) es un bello espectáculo y representa una gran satisfacción poder ver como una pareja de discos cuida de sus alevines, por desgracia, esta experiencia  no lo vamos a poder disfrutar mediante la práctica del método de cría artificial.
  • Requiere mucho tiempo libre, o varias personas implicadas en el proceso, para hacerlo con las máximas garantías.
VENTAJAS:
  • Se evita un sobreesfuerzo de la pareja. Es conocido por todos el alto nivel de desgaste que supone para una pareja de discos el estar cuidando continuamente de sus alevines puesta tras puesta. Mediante la utilización de este método evitaremos este desgaste.
  • Tenemos la ventaja de poder obtener alevines de una pareja joven más o menos cada 7 días. No es necesario esperar, al menos, tres semanas para separar los alevines de sus padres. Si nos damos cuenta, vamos a producir los mismos alevines con una pareja mediante cría artificial que con cuatro parejas mediante cría natural en un mes. Esto se traduce en menos acuarios en nuestra instalación, menos litros, menos gasto en electricidad.....etc.
  • Aunque no tengamos la satisfacción de ver como nuestra pareja cuida de sus alevines, tendremos la posibilidad y la gran satisfacción de poder crear una vida casi desde cero, con la gran ilusión que ello conlleva.
  • Otra de las grandes ventajas de este método es tener la posibilidad de criar con cualquier pareja que se nos ponga por delante. Da igual si son jóvenes, inexpertos, o se comen los huevos. Los retiraremos antes de que esto suceda.
  • Podremos reproducir variedades con mayor dificultad de la habitual, como aquellos discos a los que les cuesta ponerse oscuros y cuyos alevines no consiguen encontrarlos a la hora de alimentarse.
  • No será necesario separar a nuestras parejas del acuario comunitario, pudiendo así reducir el espacio de cría. Simplemente con un tubo de puesta en el acuario comunitario será suficiente.
  • La posibilidad de criar con variedades de discos salvajes. Es conocida la enorme dificultad que supone conseguir la formación estable de una pareja de discos de procedencia salvaje. Más dificultad presenta todavía obtener desoves regulares y que los progenitores no se coman la puesta a las pocas horas de haberla realizado.  Las condiciones de nuestros tanques, aunque lleguen a ser muy similares en parámetros, nunca llegarán a ser idénticas a las del río de origen. Este método nos permitirá aprovechar las pocas oportunidades que tengamos de sacar una puesta.
  • La última gran ventaja de la cría artificial de peces disco, es que los alevines se acostumbran a comer, únicamente artemia, desde el cuarto día de nado libre y hasta la introducción de otros alimentos en su dieta, directamente de nuestras manos. Esto se traduce en una voracidad tremenda de los alevines a medida que van creciendo.

Como se puede comprobar, en mi opinión, la cría artificial de discos, si resulta exitosa, tiene muchísimas más ventajas que la cría natural.
Es hora, entonces, de profundizar en el tema en cuestión.

LA PAREJA:
R.T. Piwowarski Pair

Es todavía una pareja joven e inexperta de alrededor de un año de edad y entre 15 y 16 cm. de talla. El pattern final no se encuentra definido por completo, al igual que su característica orla. No dejan de ser, sin embargo, ejemplares excepcionales que, con algo más de desarrollo, pueden llegar a ser discos de extrema calidad, respaldados por la extraordinaria genética que traen a sus espaldas.
EL TUBO DE PUESTA:
Para la realización del soporte en el que se realizarán los desoves de nuestros ejemplares necesitaremos los siguientes materiales:
  1. Un trozo de tubería de PVC de 40mm de diámetro y 24 cm de longitud.
  2. Dos tapones de 40mm de diámetro de PVC (hembra)
  3. Un frasco de plástico (como el de la imagen) adquirido en unos grandes almacenes. Es importante que la tapa sea roscada.
  4. Una plancha cuadrada de metacrilato de 11cm de lado.
  5. Silicona especial para acuario.
  6. Adhesivo para tuberías de PVC.
Empezaremos pegando el tapón hembra en un extremo del tubo de PVC. Yo lo calenté y le di forma, ya que tenía algún tapón macho de 40 mm de diámetro en casa y todas las herramientas necesarias para poder hacerlo. Si queremos evitar complicaciones,  se puede realizar perfectamente comprando tapones hembra. Es mucho más fácil.

PVC Pipe

Una vez encolado el tapón, debemos rellenar, por el otro extremo, el tubo de arena para añadirle peso y evitar que flote al introducirlo en el tanque de cría. Una vez lleno, se continúa encolando el tapón del otro extremo encerrando la arena en el interior. Ya tenemos listo el tubo.

Pipe with silicone
A continuación, aplicamos silicona neutra, apta para su uso en acuarios, en ambas caras de la tapa del frasco que hemos adquirido. La cara exterior irá fijada a la plancha de metacrilato y la cara interna irá fijada al tubo que acabamos de fabricar.
Cover with silicone

Bueno, fácil y sencillo. Tenemos nuestro tubo de puesta terminado. Es aconsejable que, una vez enfrascados en esta tarea, optemos por hacer varios tubos de puesta a la vez. Probablemente nos van a hacer falta en poco tiempo y es un trabajo que nos va a venir muy bien a corto plazo.

Breeeding pipe finished
LA PUESTA:
Después de un largo viaje de catorce horas y de una lenta aclimatación de 5 horas, los ejemplares en cuestión, prácticamente no notaron el cambio. Llegaron en unas condiciones excelentes, tanto de parámetros como de temperatura. Gracias al cuidado embalaje, la temperatura descendió únicamente hasta los 27ºC desde los 30ºC de origen.
Shipment packaging
La aclimatación fue perfecta y, tan solo cuatro horas después de su llegada, comenzaron los rituales de apareamiento. Seis días después llegó el tan esperado momento. La primera puesta y el comienzo del gran reto.

R.T. Piwowarski pair breeding

LA ECLOSION:
Con este proceso comenzamos la parte más crítica de esta práctica. Con mucho cuidado de no dañar ningún huevo y, después de haber pasado, al menos, una hora de la finalización del proceso de puesta, se procede a “robar” los huevos de nuestra pareja. Introducimos el frasco boca abajo en el tanque de cría y, con muchísimo cuidado de que los huevos no queden expuestos al aire, lo enroscamos en la tapa que hemos encolado previamente en nuestro tubo de puestas.

R.T. Piwowarski pair. Breeding pipe with spawn

Una vez realizada esta acción, tenemos dos opciones. Realizar la eclosión en el mismo tanque de cría de la pareja, tal y como se hace en este caso, o introducir el bote y el tubo de puestas dentro de otro tanque o recipiente que tendremos ya preparado con antelación a una temperatura de 30ºC. La misma temperatura a la que se encuentran los progenitores. Esta temperatura es la ideal para el proceso de cría, ya que sabemos de forma exacta el tiempo de eclosión de los huevos. Este dato nos otorgará una ventaja extra que veremos más adelante.
El tanque o recipiente lo tendremos lleno de agua a una altura nunca superior a la del frasco. Hacerlo de otro modo podría ocasionar que el frasco pierda el equilibrio y los alevines se esparzan por el recipiente o que la puesta se eche a perder.
Añadiremos al frasco unas gotas de azul de metileno o algún producto que lo contenga en su composición. (en este caso se ha utilizado Punktol de JBL) De esta forma evitaremos el consabido problema de la proliferación de hongos en la puesta. Es importante no aplicar una cantidad demasiado elevada. De ser así, los huevos se pondrán de color azul y no eclosionarán. Dependiendo del producto utilizado, la cantidad a aplicar será diferente. Lo ideal es utilizar de forma individual la dosificación que mejor resultado nos otorgue.
Es aconsejable añadir un difusor de oxigenación en el interior del frasco, sin embargo, es muy importante no pasarse con la potencia del difusor y tampoco quedarse corto. Recomiendo comprar una llave de paso para el tubo de silicona del difusor que permita regular el flujo de aire.
El aire no puede contactar directamente con los huevos, si es así, veremos cómo, absolutamente todos, se pondrán blancos. Simplemente se trata de generar una corriente ascendente que imite la ventilación continua que los padres biológicos ejercerían sobre la puesta en un proceso de cría natural.
Pasadas 48 horas de la puesta, se podrá observa la aparición de dos puntos negros en los extremos de cada uno de los huevos. Pasado el tiempo, estos puntos se convertirán en los ojos de nuestros alevines. Podremos diferenciar, además, los huevos fertilizados de los no fertilizados y que ya no eclosionarán. Hay una gran diferencia de color de unos a otros.

R.T. Piwowarski pair. Breeding pipe with spawn

En este punto, será el momento de cambiar el agua del frasco en el que está introducido nuestro tubo de puestas, aunque nuestros alevines no hayan desplegado todavía el flagelo que, con el tiempo, se transformará en su cuerpo. El tan esperado momento de la eclosión se producirá en pocas horas. Esta es la ventaja que nos otorga realizar todo el proceso a 30ºC de temperatura constante. Sabemos a ciencia cierta que la eclosión se producirá, con muy poca variación, entre las 55 y 60 horas de haberse realizado la puesta. Personalmente, lo hago así porque, si no retiramos el azul de metileno antes de la eclosión es muy probable que parte o la totalidad de los alevines presenten malformaciones y, realmente, en este punto, si no han proliferado los hongos, ya no lo van a hacer.
Debemos reducir un poco el caudal de oxigenación. La corriente generada debe mover levemente los alevines de forma continuada. Con un caudal elevado se corre el riesgo de despegar los alevines del tubo de forma prematura una vez eclosionados. Si esto sucede, corremos el riesgo de que los alevines se malogren debido al agotamiento.
Pasadas unas doce horas de la aparición de los ojos, podréis comprobar cómo se ha producido la eclosión de los huevos perfectamente. La cantidad y porcentaje de huevos eclosionados dependerá de que la realización y fecundación de la puesta por parte de los progenitores sea positiva.
R.T. Piwowarski pair. Fry
Una vez que observemos que los alevines se despegan del tubo, bien porque se hayan caído al fondo del frasco o bien porque comienza el nado libre de los mismos, será el momento de recopilarlos con una jeringa hueca o un tubo de silicona con una “paja de refresco” en un extremo. Los trasladaremos a un recipiente de pequeña capacidad (uno o dos litros es suficiente) que tengamos ya preparado con antelación. Este recipiente ha de tener un rebosadero (muy importante) que nos permita instalar un sistema de cambio de agua por goteo. El goteo ha de ser continuo y con una cantidad aproximada de 2 gotas por segundo. El oxigenador ya no nos va a hacer falta. Simplemente con el goteo nos llegará. Las paredes del recipiente deben ser totalmente blancas.
Probablemente, en este punto, los alevines no habrán empezado el nado libre todavía. Lo más normal es que, pasado un tiempo, se desprendan del tubo. Será fácil recopilarlos del frasco de puesta, ya que estarán todos en el fondo.
LOS PADRES ADOPTIVOS:
Hay muchas formas de hacerlos, pero el mejor material es el plástico no muy grueso. Lo más importante es que sea de color negro para poder atraer los alevines a la hora de comer. Haremos dos padres adoptivos para así ir intercambiándolos.

R.T. Piwowarski pair. Fry

LA ALIMENTACIÓN. COMO FABRICAR EL MUCUS ARTIFICIAL:

Este paso es el que más preocupa y  disuade a algunos discófilos a la hora de intentar la cría artificial de peces disco.
Es importante remarcar que la cría artificial no es solo un factor, sino una consecuencia de factores que se tienen que llevar a rajatabla y, cualquier desviación, suele tener consecuencias negativas. Aunque muy importante, no es el factor diferencial. No es aconsejable darle más importancia de la necesaria, ni más importancia que al resto de factores.
Se puede elaborar con muchos ingredientes. Algunos discófilos lo elaboran con unos y otros lo hacen con otros diferentes. Personalmente, opino que cada aficionado a la cría artificial tiene su propia receta y lo que a uno le va bien a otro no y viceversa. Se puede elaborar con escama en polvo, espirulina, algas etc... Personalmente recomiendo hacer la mezcla con yema de huevo crudo como base. A este huevo le quitaremos la clara y lo almacenaremos en un vaso o en un recipiente similar en el frigorífico para mantenerlo fresco a lo largo del día. La mezcla la realizaremos en el mismo momento de alimentar a los alevines.
Es muy importante cambiar todos los días de huevo. No caigamos en la tentación de seguir con el mismo huevo del día anterior, ya que esto solo traerá problemas y habremos echado a perder todo el proceso por un simple huevo.
Sería ilógico desvelar nuestro segundo ingrediente. Hacerlo restaría el afán de superación de cualquier discófilo que quiera intentarlo. Sería demasiado fácil. Solo diré que, en nuestro caso particular, se trata de un aglutinante altamente proteico que, sumado a la yema de huevo, acelera el crecimiento inicial de los alevines durante los tres primeros días y eleva la tasa de supervivencia normal de esta práctica y, al mismo tiempo, reduce la rapidez de degradación de la mezcla en el agua  y, consecuentemente, la polución de la misma. Este estudio se ha alargado a lo largo de casi dos años de continuas pruebas y bastantes fracasos e investigación con diversos ingredientes hasta encontrar una mezcla viable. Lo que debe quedar claro, es que, aunque con bastante más esfuerzo, la cría artificial es totalmente factible con cualquier mezcla con base de huevo.
Aplicaremos nuestro mucus artificial en nuestro padre adoptivo. (por ambos lados) Es muy importante darle una consistencia muy fina y no excederse en la cantidad aplicada. Los alevines, en este momento, son seres minúsculos y su boca no tiene el tamaño suficiente para tragar porciones grandes, al revés, con esto, lo que conseguiremos es que se desprenda el mucus del padre adoptivo y se produzcan muertes por oclusión, asfixia o subida de nitritos y amonio. Simplemente extendiéndolo bien y que veamos que el plástico aparenta una consistencia húmeda será suficiente. Previo a la introducción del padre adoptivo en nuestro recipiente de cría, le aplicaremos a la mezcla un poco de aire caliente con un secador de pelo convencional hasta que la consistencia sea pegajosa pero seca.
Procedemos a poner el alimento a los alevines. En un primer momento no le prestarán una gran atención pero, poco a poco, notaremos como se van pegando a él y, con el tiempo, no se desprenderán del mismo hasta que lo reemplacemos periódicamente por otro nuevo. Es muy importante ser muy constante con los cambios periódicos de los padres adoptivos. El mejor número de cambios es el mayor posible a lo largo del día. Aunque apreciemos que todavía conservan parte del mucus artificial, el alimento fresco se nota. Durante estos cambios, también procederemos a sifonar los posibles restos en el fondo del recipiente y los posibles alevines muertos, ya que, no hacerlo, solo provocará un incremento de la polución y los consecuentes problemas.
Discus fry. Free swimming. Second day

Durante todo el proceso descrito, es muy importante el tipo de iluminación y la intensidad de la misma. La mantendremos tenue. No nos podemos pasar con la luz. Nos llegara con una tira de lez. La iluminación ha de ser CONSTANTE. NO se puede apagar la luz durante la noche. Este es un gran fallo que cometen muchos discófilos.  Si esto sucede, solo conseguiremos que a la mañana siguiente todos los alevines estén muertos a consecuencia del agotamiento por nadar contra la corriente que produce el goteo continuo durante la noche.
CUARTO DIA DE NADO. INTRODUCCION DE ARTEMIA EN LA DIETA:
En este momento, si todo va bien, ya habremos rebasado el 50% de probabilidad de éxito de nuestra tarea. Tendremos disponible artemia RECIEN ECLOSIONADA del día anterior. Es muy importante que la artemia lleve el menor tiempo posible eclosionada y sea del menor tamaño posible, ya que la queremos introducir en su dieta y los alevines, en este momento, todavía no tienen la boca lo suficientemente grande para ingerir artemia de más de un día de vida. Empezamos administrando cantidades muy pequeñas. Veremos cómo, en poco tiempo, le prestan atención y la van picoteando poco a poco. Cada vez con mayor voracidad. SIEMPRE repetiremos la siguiente secuencia. Administrar artemia- sifonar los restos- administrar artemia.
Entre el quinto y sexto día de nado libre nos daremos cuenta de que los alevines han abandonado por completo los padres adoptivos y se centran únicamente en la artemia. Es en este momento en el que los retiraremos y se empezarán a alimentar exclusivamente de artemia que eclosionaremos TODOS los días para tener un suministro constante de alimento recién eclosionado. Estos pequeños detalles son los que pueden marcar que la cría acabe con resultados positivos o negativos. Alimentaremos a los alevines la mayor cantidad de veces posible a lo largo del día sin pasarnos con la dosis. Es mejor administrar menos cantidad un mayor número de veces.
Personalmente aconsejo eclosionar la artemia con sales comerciales que contengan algún tipo de alimentación para la misma que ayude a prolongar su vida en agua dulce (existen varias marcas comerciales).  Nuestros alevines no le harán ni caso a la artemia si está muerta y no es lo mismo que se mantenga viva 3 que 6 horas. (Está comprobado)
Llegados a este punto, en el que los alevines se alimentan exclusivamente de artemia, todo será muchísimo más fácil. A medida que crezcan, los tendremos que ir cambiando de recipiente dándoles más espacio e ir introduciendo alimentos diferentes en su dieta. En un primer momento huevos de langosta y, posteriormente, papilla casera o comercial.
Si habéis llegado a este punto, habréis triunfado. Está claro que todavía existe el riesgo de diversas enfermedades y parásitos que pueden malograr toda una puesta de alevines antes del mes de vida de los mismos, sin embargo, eso es algo que ya no está vinculado a la forma en la que hemos llevado a nuestro alevines a cumplir sus dos primeras semanas de vida.
Espero que hayáis disfrutado de la lectura de estas pautas básicas de actuación que resumen, en mi opinión, la práctica apasionante de la cría artificial de peces disco. Espero que, muchos de los que tengáis a bien leer estas líneas, os animéis a intentar el reto de sacar alguna puesta adelante siguiendo este método.


Discus fry. Free swimming. Day 30

Comprobareis que observar como vuestra prole come su primera papilla, recompensa todo el esfuerzo y tiempo invertido en su crecimiento.

Agradecimientos: Fotografias y videos cedidos para Ponfediscus por Ocaride y Emiliorizo.
                                           Artículo cedido para Ponfediscus por Emiliorizo.

jueves, 29 de noviembre de 2012


Si de algo se puede decir que “peco en demasía” es de ser, habitualmente, observador y meticuloso en exceso. Disfruto de conocer cada uno de los detalles, procedencia, comportamiento… de los peces que mantengo, lo que me lleva a investigar y a plantearme preguntas continuamente sobre ellos. Una de las preguntas más recurrentes de un aficionado al mantenimiento de los peces disco y, principalmente, a la cría de esta especie se centra en conocer los orígenes y descendencia de los ejemplares mantenidos. ¿Cómo eran sus padres? ¿Cómo serán sus descendientes?
Cuando lo que mantenemos en nuestros tanques son variedades híbridas establecidas de criadores reconocidos, resulta sencillo conocer cuál es la historia de nuestros peces. Es decir, conocemos de forma documentada cuál o cuáles son los cruces que se han realizado hasta depurar la variedad en cuestión y, preguntado al criador y dando referencias de donde los hemos adquirido, probablemente podríamos obtener, incluso, respuesta a la pregunta de quienes son sus progenitores.
La cosa se complica un poco cuando lo que mantenemos en nuestros tanques no son variedades establecidas y no provienen de un criadero reconocido. Hablamos de ejemplares que provienen de las instalaciones de criadores amateurs y que han sido obtenidos mediante el cruce de ejemplares de variedades diferentes.  Si conocemos al criador podremos obtener información acerca del árbol genealógico de nuestro ejemplar en cuestión y de la carga genética que porta y, de esta forma, llegar a aventurar que podemos esperar de un cruce futuro de nuestro ejemplar, pero… ¿Qué sucede cuando lo que mantenemos son peces capturados en la naturaleza?
La tercera posibilidad y más complicada se centra en conocer “algo” de la procedencia de nuestros ejemplares salvajes de pez disco. Evidentemente, conocer el aspecto de sus padres biológicos, simplemente a través del hijo que mantenemos en nuestro acuario, es totalmente imposible. Una ecuación con demasiadas incógnitas.
A+B= C
Conocemos el resultado “C”, pero es imposible “despejar” de la ecuación los valores “A” y “B”. La cosa cambia, sin embargo, si introducimos una variante, normalmente poco probable, en la ecuación. Que conozcamos “A”, “B” y “C”. Es decir, que mantengamos y reproduzcamos una pareja de ejemplares salvajes en nuestro comunitario. Alguien podría pensar que la situación sigue siendo la misma. Conocemos Los ejemplares que mantenemos y su descendencia, pero seguimos sin saber nada de los padres de nuestra pareja…bueno… ¿Habéis oído alguna vez eso de “tienes los mismos ojos que tu abuelo”?
A continuación intentaré exponer y explicar algunas nociones de genética básica que pueden ayudarnos a conocer de donde proceden y que podemos esperar de nuestros ejemplares. Los conceptos que voy a explicar pueden aplicarse a cualquier ejemplar de cualquier variedad, no siendo excluyentes en ningún caso.
Lo primero que hay que abordar antes de entrar en faena, son unos conceptos básicos de utilización frecuente en el tema que nos ocupa y que, en un gran número de ocasiones, no se utilizan adecuadamente.
GENOTIPO:
El término de genotipo hace referencia a toda la carga genética que porta un determinado ejemplar, es decir, al conjunto de genes que regulan cada una de las características físiológicas del mismo. Desde el color de ojos, el color de piel o el pattern, al tamaño del cuerpo, de las aletas o el número de barras de estrés. Dentro del conjunto de genes que completan el genotipo de un ejemplar, se conoce como FENOTIPO, al conjunto de genes que son apreciables a simple vista, como el color de ojos.
ALELO:
Los alelos representan cada una de las posibilidades en las que puede derivar un mismo gen. La mayoría de los mamíferos, por ejemplo, son diploides. Esto quiere decir que para un mismo gen, existen dos posibilidades diferentes de herencia genética. En el caso del color de ojos de un disco, por ejemplo, los alelos para la carga genética “color de ojos” serían rojo y ámbar. Cuando los alelos presentan una tipología clara, con un valor determinado (rojo-ámbar), se dice que son cualitativos, por el contrario, cuando el valor del alelo depende de la acumulación de la carga genética de alelos anteriores (color del cuerpo), se dice que es cuantitativo.
Los alelos pueden ser homocigóticos o heterocigóticos para el mismo gen. Se dice que los alelos de un gen son homocigóticos cuando todos portan la misma carga genética, por el contrario, se dice que son heterocigóticos cuando portan cargas genéticas diferentes.
Por otra parte, los alelos también pueden tener un carácter dominante, codominante o recesivo sobre alelos diferentes para la misma carga genética. Así, en el caso del color de ojos de los peces disco, el alelo “color rojo” es dominante sobre el alelo “color ámbar” recesivo. Cuando los alelos son codominantes, su influencia  en la descendencia es igual para ambas partes.
GENERACIÓN FILIAL:
El término de generación filial se acuñó para hacer referencia al cruce de dos variedades puras diferentes y a su descendencia, donde F0 sería el término utilizado para designar a los ejemplares de dos líneas puras  (homocigóticas) diferentes. F1 sería el término designado para hacer referencia a la primera generación (heterocigótica) de este cruce. La denominación F2 y siguientes se utilizarían para hacer referencia a los cruces sucesivos inbreading provenientes del mismo cruce matriz.
Cuando leemos el párrafo anterior, lo primero a destacar es que tradicional y sistemáticamente se han utilizado los conceptos de generación filial de forma errónea. Es frecuente definir la descendencia de cualquier pareja de peces disco como F1, sin embargo, esto solo es cierto si la pareja en cuestión es homocigótica para dos variedades diferentes. La descendencia, por ejemplo, de una pareja F0 de la variedad Blue Diamond, homocigótica para cada uno de los genes que forman su genotipo seguirá siendo F0. (Podemos decir que una pareja es F0 cuando su descendencia en F1 y F2 es 100% igual en todos sus ejemplares e igual a sus progenitores de origen) Sin embargo, si la pareja en cuestión está formada por un ejemplar de Blue Diamond homocigótico y un ejemplar, por ejemplo, Alenquer, también homocigótico,  la descendencia si sería F1, ya que sería heterocigótica.
En el caso de hablar de peces disco salvajes, sería normal considerar a nuestros ejemplares como F0, sin embargo ¿Es siempre así? Esta premisa sería correcta si hablásemos de ejemplares de la misma localización con características idénticas, pero no podemos dar nada por supuesto si contamos con ejemplares de localizaciones diferentes y con características diferentes.
En este caso, voy a poner en práctica toda esta teoría con una pareja formada en el acuario biotopo que mantengo. Se trata de la pareja formada por un macho procedente del río Trombetas que muestra el ojo ámbar, pattern royal y 9 barras de estrés y una hembra procedente del río Inanu que muestra la pupila del ojo de color rojo, pattern sólido y 9 barras de estrés.
Trombetas Royal Red (9 bars) x Inanu Solid Red (9 bars) couple

La primera conclusión obvia, es que, en el caso del macho, la característica ojo ámbar es homocigótica. Como he comentado con anterioridad, el alelo “ojo ámbar” es recesivo, por lo que, para que se muestre, los dos alelos que componen esta carga genética han de ser iguales.
HIPÓTESIS 1:
Supongamos que los dos ejemplares son homocigóticos para el factor genético “color de ojos”
Hembra Inanu Solid Red (ojo rojo)à AA (mayúsculas alelos dominantes)
Macho Trombetas Royal Red (ojo ambar)àaa (minúsculas alelos recesivos)
F1à 100% Aa. Ejemplares heterocigóticos con fenotipo de ojo rojo y con carga genética de ojo ámbar.
Esta hipótesis es totalmente factible y coincide con la descendencia obtenida de esta pareja.
HIPÓTESIS 2:
Sabemos con seguridad que el macho es homocigótico para el color de ojos. ¿Podría la hembra ser heterocigótica?
Hembra Inanu Solid Red (ojo rojo)à Aa
Macho Trombetas Royal Red (ojo ámbar)àaa
F1à Aa – Aa – aa – aa. 50% de ejemplares heterocigóticos con fenotipo de ojo rojo y con carga genética de ojo ámbar y 50% de ejemplares homocigóticos de ojo ámbar. Esta hipótesis no coincide con el fenotipo de los alevines obtenidos. 100% de ojo rojo.
Una vez planteadas estas dos hipótesis, ya se puede afirmar la primera conclusión. Los ejemplares de la pareja son homocigóticos para el color de ojo. 
Aunque interesante, esta conclusión no aporta demasiada información sobre la ascendencia de estos ejemplares. Simplemente con esto no se puede concluir que ambos ejemplares provengan de ascendientes homocigóticos, ya que los cruces entre ejemplares heterocigóticos también muestran en su descendencia un 25% de ejemplares homocigóticos para cada alelo (Aa x Aa= AA – Aa – AA – Aa) y los cruces entre un ejemplar heterocigótico y un ejemplar homocigótico para el color de ojos muestra un 50% de ejemplares homocigóticos. (Aa x aa= Aa – Aa – aa – aa)
En este punto, es necesario seguir un camino diferente para tratar de discernir si la pareja en cuestión está formada por dos ejemplares homocigóticos puros o, por el contrario se trata de ejemplares heterocigóticos para alguno de sus genes.
Cuando observamos la descendencia de esta pareja, destaca una característica que certifica que la pareja en cuestión no se puede considerar homocigótica para toda su carga genética. Se trata de la aparición de un porcentaje salientable de ejemplares con 10 barras de estrés.
En el caso de ejemplares salvajes de pez Disco, tanto Heckels como Verdes, bajo mi punto de vista, parece claro que el factor “9 barras" tiene carácter dominante, ya que este alelo es mostrado con abrumadora superioridad en el total de los ejemplares que componen la especie, sin embargo, cuando hablamos de ejemplares haraldis, la cosa se complica. El factor genético “número de barras de estrés” de los ejemplares abarcados por esta denominación, presenta y ha presentado muchas variaciones a lo largo de la historia, algunas de las cuales han aparecido mediante mutación espontanea en la descendencia de parejas de esta variedad. Al igual que en el caso de Heckels y Verdes, igualmente parece suceder en cruces de variedades híbridas comerciales. La siguiente pareja, similar en fenotipo a la pareja salvaje del comunitario, nos permite ejemplarizarlo.
Turquesa (Line Champion) (9 barras) x Alenquer Santarém (10 barras)
Turquesa Line Champion (9 bars) x Alenquer Santarém (10 bars) couple

Alenquer Santarém (10 bars) female
Lo primero a destacar de esta pareja es que parte de su descendencia muestra el ojo ámbar, por lo que ambos ejemplares han de ser heterocigóticos (Aa) para esta carga genética.
Turquesa Line Champion (9 bars) x Alenquer Santarém (10 bars) Orange eye

En cuanto al número de barras de estrés, el 100% de los ejemplares muestran 9. De este resultado, a mi modo de ver, se pueden extraer dos conclusiones.
1.       El factor genético “10 barras” y el factor genético “9 barras” no son codominantes. El 100% de la descendencia hereda el factor genético “9 barras”.
2.        Parece claro que, tanto el macho como la hembra, son homocigóticos para esta carga genética. (BB y bb)
Hembra Alenquer Santarem (ojo rojo – 10 barras) à Aabb
Macho Turquesa Line Champion (ojo rojo – 9 barras) àAaBB

F1à AABb – AaBb – AABb – aaBb.
50% de ejemplares homocigóticos ojo rojo y heterocigóticos 9 barras, 25% de ejemplares heterocigóticos ojo rojo y heterocigóticos 9 barras y 25% homocigóticos ojo ámbar y heterocigóticos 9 barras.
Este sería el caso del macho de la pareja salvaje de discos Haraldi del comunitario. Homocigótico para el factor genético ojo ámbar y heterocigótico para el factor genético 9 barras.
A partir de este punto podemos plantear otras dos hipótesis diferentes:
HIPÓTESIS 1:
Supongamos que la hembra Inanu es homocigótica para el factor genético “9 barras”
Hembra Inanu Solid Red (ojo rojo – 9 barras)à AABB
Macho Trombetas Royal Red (ojo ámbar – 9 barras)àaaBb

F1à 50% AaBb. Ejemplares heterocigóticos ojo rojo y heterocigóticos con fenotipo 9 barras y carga genética de 10 barras. 50% AaBB. Ejemplares heterocigóticos ojo rojo y homocigóticos con fenotipo 9 barras.
Esta hipótesis NO es factible. La descendencia de este supuesto mostraría en el 100% de los casos 9 barras y ojo rojo.
HIPÓTESIS 2:
Supongamos que la hembra Inanu es heterocigótica para el factor genético “9 barras”
Hembra Inanu Solid Red (ojo rojo – 9 barras)à AABb
Macho Trombetas Royal Red (ojo ámbar – 9 barras)àaaBb

F1à 50% AaBb. Ejemplares heterocigóticos ojo rojo y heterocigóticos con fenotipo 9 barras y carga genética de 10 barras. 25% AaBB. Ejemplares heterocigóticos ojo rojo y homocigóticos con fenotipo 9 barras. 25% Aabb. Ejemplares heterocigóticos ojo rojo y homocigóticos con fenotipo 10 barras.
Esta hipótesis es la más viable. La descendencia de este supuesto mostraría un 75% de ejemplares de 9 barras y un 25% de ejemplares de 10 barras, supuesto que no coincide totalmente con la descendencia obtenida de esta pareja. El porcentaje de ejemplares con 10 barras es muy superior al 25% del número total de ejemplares. Llegados a este punto, es momento de introducir un nuevo término en la ecuación. La dominancia incompleta entre caracteres.
Se dice que un alelo tiene dominancia incompleta sobre otro cuando en la combinación de ambos produce un fenotipo intermedio. Esta dominancia incompleta puede ser del 50% para ambos alelos (herencia intermedia) o de porcentajes diferentes, 60-40, 80-20…
Tradicionalmente se ha dicho que el número de barras de estrés en ejemplares haraldi se corresponde con un factor genético codominante, es decir, de igual influencia entre el cruce de ejemplares con un distinto número de barras, sin embargo, personalmente opino que el factor genético al que me referiré como “10 barras” no se corresponde con esta premisa. Bajo mi punto de vista, el factor genético “9 barras”, tiene dominancia sobre el factor genético 10 barras, aunque de forma incompleta. Premisa que se puede ligar con la experiencia ganada a través del establecimiento de la variedad SnakeSkin.
Los primeros SnakeSkin “comerciales” aparecieron mediante la mutación espontanea de un porcentaje muy pequeño de alevines nacidos de una pareja de Turquesa azul. Del total de alevines, una pequeña fracción presentaba un pattern mucho más fino y 14 barras de estrés. Este acontecimiento sirve para hacerse una idea de lo complejo que es valorar el método de herencia de este caracter. Simples condiciones ambientales pueden provocar la mutación de esta carga genética.
En estado adulto, algún ejemplar proveniente de esta mutación, fue cruzado por Paul Loo, un criador de discos asiático, con ejemplares SnakeSkin de origen salvaje de 9 barras, obteniendo ejemplares con un estriado todavía más fino. En lo que se refiere a las barras de estrés, el 60% de los ejemplares obtenidos presentaban 14 barras, el restante 40% no las presentaba, sin embargo, todos mostraban más de 9. Esta situación sería la contraria a la planteada por mí mismo, en la cual el alelo de menor número tiene dominancia incompleta sobre el alelo de mayor número de barras. Aunque, en mi opinión, al aparecer como mutación espontanea, el caracter “14 barras”, no tiene que guardar necesariamente relación en comportamiento con el caso que se trata. El factor SnakeSkin influye, además de en el número de barras, en el fenotipo completo de los ejemplares.
 Extrapolando esta experiencia a ejemplares de 9 y 10 barras, podría darse el caso de obtener un porcentaje más alto de ejemplares de 10 barras al estar más cercanos los caracteres.
Planteadas estas dos hipótesis se podría aventurar que los ejemplares de la pareja son heterocigóticos de forma incompleta para el factor genético “9 barras”. 
Esta conclusión aportaría un dato interesante de la ascendencia paterna de los ejemplares de esta pareja. En ambos casos, los ejemplares cuentan entre sus antepasados con ejemplares de 10 barras.
¿Se puede considerar esta pareja como “verdaderos F0”? A mi modo de ver NO.
De forma general se ha establecido la denominación F0 para todos los ejemplares de Disco extraídos de la naturaleza, sin embargo, en mi opinión, esta afirmación está lejos de ser cierta. Si por algo se caracteriza la cuenca amazónica, es por su enorme extensión y biodiversidad. Las condiciones similares, y a la vez cambiantes, de una extensión de tal magnitud, han facilitado la evolución diversa de ejemplares de la misma especie, sin embargo, al mismo tiempo que este territorio facilita la evolución diversa de ejemplares, facilita de la misma forma la hibridación entre las mismas. El ritmo de crecidas y sequías anuales agrupa en época reproductiva un número elevado de individuos con cargas genéticas cualitativas muy diversas. Conocidos son los Heckel Cross o los Ica Type, hibridaciones naturales, evidentes por su Fenotipo característico, de ejemplares de la misma familia pero de diferente especie.
En mi opinión, existen otro tipo de hibridaciones más sutiles, por tratarse de cruces entre ejemplares con un Fenotipo similar, que son más difíciles de detectar, pero que no dejan de ser hibridaciones naturales entre ejemplares que portan cargas genéticas cualitativas diferentes.
A mi modo de ver, por lo tanto, los ejemplares que forman la pareja objeto del estudio en el biotopo comunitario, deberían considerarse como híbridos salvajes. La prueba está en que, conocida parte de su carga genética, si se consiguiesen cruzar por separado, macho y hembra, respectivamente con otros ejemplares de carga genética homóloga, su descendencia nunca sería 100% igual. Ni entre ellos, ni entre ellos y sus progenitores.
Si continuamos estudiando el caso de la pareja formada por el macho Turquesa Line Champion (9 barras) y la hembra Alenquer Santarem, (10 barras) podemos añadir a las hipótesis de estudio el “factor genético Pattern”. El pattern o librea se corresponde con un factor genético codominante, es decir de igual influencia entre los alelos del gen. El cruce de un ejemplar sólido y de un ejemplar royal, debería resultar, por lo tanto en un 100% de ejemplares con pattern semiroyal.
Es verdad que este caso es bastante más complicado de valorar que el caso de un gen totalmente cualitativo y diploide, como, por ejemplo, el color de la pupila del ojo. La dificultad radica, en mi opinión, en discernir entre que es 100% Royal y que es 100% sólido. Teniendo en cuenta, además, que se podrían haber fijado “grados semiroyal” de forma homocigótica a través de cruces reiterados de ejemplares con igual grado de estriado.
Aplicando a la descendencia de esta pareja la “Ley de Herencia Intermedia”, conjuntamente con lo que ya sabemos, se obtendría:

Respetando la ley de “Herencia independiente de caracteres”, sabemos que cada una de las cargas genéticas se transmite independientemente del resto de genes que completan el genotipo de los ejemplares. Ni el factor genético pattern, ni cualquier otro factor genético, tienen influencia sobre los porcentajes de herencia de otros genes.
Turquesa Line Champion (9 bars) x Alenquer Santarém (10 bars) Semiroyal

Como se puede observar en la fotografía, el 100% de los ejemplares cumplen la teoría de herencia independiente de los caracteres y herencia intermedia de los alelos codominantes. En mayor o menor medida todos los ejemplares muestran trazas de estriado. Incluso ejemplares que en un primer momento muestran una apariencia  cercana al “fondo sólido” desarrollan en su etapa de madurez trazas de pattern semiroyal.
Turquesa Line Champion (9 bars) x Alenquer Santarém (10 bars) Semisolid

Si se aplica esta experiencia a la pareja de ejemplares Haraldis salvaje, cabe esperar resultados similares en la descendencia de primera generación. En este caso, con la diferencia del 100% de ejemplares de ojo rojo.

La segunda pregunta es: ¿Qué se puede esperar de la hipotética descendencia de esta primera generación?
Esta pregunta no es de fácil respuesta. Hay variedad de posibles combinaciones inbreeding y gran cantidad de cargas genéticas cuantitativas, cuya influencia es difícil de calibrar, aunque, a grandes rasgos, se puede obtener una idea aproximada. Para tratar de simplificarlo en la medida de lo posible, trataré cada carácter genético por separado.
 COLOR DE LA PUPILA DEL OJO:
Ejemplar 1: Aa (Heterocigótico ojo rojo)
Ejemplar 2: Aa (Heterocigótico ojo rojo)

Como se puede observar, en segunda generación, se puede esperar:
-          25% AA: Ejemplares homocigóticos ojo rojo.
-          50% Aa: Ejemplares heterocigóticos ojo rojo.
-          25% aa: ejemplares homocigóticos ojo ámbar.

NÚMERO DE BARRAS DE ESTRÉS:
En este caso, ya como he explicado, aventurar los resultados posibles lleva acarreado una carga importante de especulación,  existen varias combinaciones posibles dependiendo de la carga genética que porten los ejemplares seleccionados de la primera generación. Si nos regimos por los resultados obtenidos en la hipótesis 2, podríamos aventurar varias situaciones.
-          BB: Ejemplares homocigóticos 9 barras.
-          Bb: Ejemplares heterocigóticos 9 barras.
-          bb: Ejemplares homocigóticos 10 barras.
Evidentemente, no voy a representar el supuesto de la combinación de dos ejemplares homocigóticos BB de 9 barras o bb de 10 barras con ejemplares, también homocigóticos, que porten sus mismos alelos. En todos los casos, el cruce de ejemplares homocigóticos, dominantes o recesivos, con ejemplares del mismo tipo, da como resultado descendientes iguales en carga genética para ese caracter.
Quedan, por lo tanto, cuatro combinaciones posibles:
Primera posibilidad:
Ejemplar 1: BB (Homocigótico 9 barras)
Ejemplar 2: Bb (Heterocigótico 9 barras)

Se puede esperar:
-          50% BB: Ejemplares homocigóticos 9 barras.
-          50% Bb: Ejemplares heterocigóticos 9 barras.
Segunda posibilidad:
Ejemplar 1: bb (Homocigótico 10 barras)
Ejemplar 2: Bb (Heterocigótico 9 barras)

Se puede esperar:
-          50% bb: Ejemplares homocigóticos 10 barras.
-          50% Bb: Ejemplares heterocigóticos 9 barras.

Tercera posibilidad:
Ejemplar 1: Bb (Heterocigótico 9 barras)
Ejemplar 2: Bb (Heterocigótico 9 barras)

Se puede esperar:
-          25% bb: Ejemplares homocigóticos 10 barras.
-          50% Bb: Ejemplares heterocigóticos 9 barras.
-          25% BB: Ejemplares homocigóticos 9 barras.
Cuarta posibilidad:
La cuarta posibilidad se corresponde con el mismo cruce realizado entre la pareja de haraldis salvajes del comunitario, es decir, el cruce de un ejemplar homocigótico dominante y un ejemplar homocigótico recesivo. Como ya he comentado con anterioridad, en este caso, el 100% de la descendencia es heterocigótica en primera generación.
PATTERN:
Como ya he dicho con anterioridad, este es el caso más impreciso de valorar. No se puede cuantificar el grado de estriado de un ejemplar con exactitud. Sobre este factor genético influyen, además, otros caracteres cuantitativos como el color de fondo y el color de pattern que tienen influencia sobre el fenotipo de este caracter. Sin embargo, a nivel teórico, se puede establecer que, en el caso de la herencia intermedia de un carácter, en primera generación se produce una mezcla de alelos codominantes con el resultado de un fenotipo intermedio para este caracter, por el contrario, en segunda generación, los alelos “se vuelven a separar” y aparecen porcentajes de ejemplares sólidos y ejemplares royal.
Ejemplar 1: SR (Semiroyal codominante)
Ejemplar 2: SR (Semiroyal codominante)

Se puede esperar:
-          25% SS: Ejemplares sólidos.
-          50% SR: Ejemplares semiroyal.
-          25% RR: Ejemplares royal.
Creo que queda claro, después de todo lo expuesto, que tratar de sacar conclusiones 100% fiables del aspecto de nuestros futuros ejemplares, únicamente a través de un ejercicio teórico de aplicación de los conceptos de herencia de caracteres, es bastante difícil en el caso de aplicarse a líneas de cría sin depurar o en proceso de depuración. Hacen falta bastantes generaciones de cruces inbreading hasta alcanzar ejemplares homocigóticos para cada uno de los caracteres cualitativos que definen un ejemplar. Desde mi punto de vista, los caracteres cuantitativos quedarían fuera de la depuración de una línea.
Este proceso es el que ha seguido a lo largo de la historia para definir cada una de las variedades híbridas comerciales establecidas que podemos encontrar hoy en día en el mercado y es el que se sigue utilizando por algunos de los mejores criadores a nivel mundial, como sucede en el caso del conocido por todos, Alexander Piwowarski.
Espero que este pequeño ejercicio sirva para conocer un poco más a los ejemplares que mantenemos y que podemos esperar de ellos. Los conceptos planteados son eminentemente básicos, sin embargo, pueden resultarnos de gran utilidad a la hora de plantearnos cruzar uno de nuestros ejemplares o, simplemente, a la hora de adquirir uno nuevo. En cualquier caso, siempre nos quedará eso de…voy a probar a ver que sale.

Agradecimientos: Fotografias cedidas para Ponfediscus por Ocaride, Yowi y Najosabath